Skocz do zawartości
Gość

Dynamika populacji Dendronephthya sp.-Associated Bacteria w naturalnych i sztucznych siedliskach

Rekomendowane odpowiedzi

Gość

Dendronephthya sp. to miękki koralowiec, który ma ogromną dystrybucję, począwszy od Indopacific, Tonga, Wyspy Salomona po Wielką Rafę Koralową w Australii. Jednak te miękkie korale przeżywają tylko w krótkim okresie po wyhodowaniu w sztucznym środowisku (akwarium). Ostatnie badania wykazały, że koral miękki Dendronephtya sp. ma asocjację lub symbiotyczny związek z kilkoma bakteriami, powszechnie znanymi jako bakterie związane z koralowcami (CAB). W tym badaniu porównaliśmy dynamikę populacji bakterii związanych z Dendronephthya sp. W naturalnym i sztucznym środowisku, uzyskując różne profile zbiorowisk bakteryjnych przy użyciu polimorfizmu końcowych fragmentów restrykcyjnych.(T-RFLP) analiza DNA społeczności bakteryjnej. Zidentyfikowano 15 głównych klas populacji bakterii wraz z niehodowlanymi mikroorganizmami , niehodowlanymi organizmami, niehodowlanymi bakteriami i niezidentyfikowanymi organizmami. Przewidywano, że przedstawiciele Actinobacteria, Arthrobacteria, Chlorobia, Caldilineae, Δ-proteobacteria i Proteobacteria mają wpływ na zdolność przeżycia obuDendronephthyasp. Hodowla miękkich koralowców po 2 tygodniach w sztucznym środowisku zwiększa o 10% podobieństwo populacji bakterii w 2 różnych próbkach. Podobieństwo populacji bakterii w sztucznym środowisku wzrosłoby wraz z dłuższym czasem uprawy miękkich koralowców.

 

WPROWADZENIE

Indonezja to kraj o największym na świecie obszarze ekosystemu koralowców. Ten obszar ekosystemu koralowców ma bezpośredni związek z kwotą lub ilością korali, które mogą być przedmiotem handlu zgodnie z konwencją Międzynarodowego traktatu o zagrożonych gatunkach (CITES). Spośród stu korali, którymi można handlować, jednym z najbardziej potencjalnych gatunków dla hobbystów jest Dendronephthya sp. Gatunek ten jest słynną Alcyonia wśród nurków w Czerwonym Oceanie i ma kolorowe kolory, takie jak czerwony, pomarańczowy, fioletowy, żółty, różowy i biały ( Fabricus & Alderslade 2001 ).

Dendronephthya sp. to miękki koralowiec w kształcie kwiatu z różnymi formacjami. Na ciele ma zadrapanie jak cierń. Te zadrapania lub kolce to skleryty utworzone przez warstwy krzemionki i odgrywają ważną rolę jako wiązka podtrzymująca ( Fabricus & Alderslade 2001 ). W naturalnym środowisku gatunek ten szybko rośnie i rozmnaża się. W ostatniej publikacji podano, że Dendronephthya sp. ma zielone białko fluorescencyjne ( Pakhomov i wsp. 2004 ).

Pomimo swojej urody, niewielu hobbystów interesuje się uprawą tego gatunku. Powodem jest to, że te miękkie korale mogą żyć w akwarium tylko około trzech tygodni, podczas gdy inne mogą żyć miesiącami ( Borneman 2001 ). W środowisku morskim powierzchnie ożywione i nieożywione są szybko pokryte kolonizacją przez bakterie, pierwotniaki , glony i grzyby ( Harder i in. 2003 ). Zakładając, że ten związek zachodzi między organizmami żywymi, zjawisko to określa się jako epibiozę. Epibioza bakteryjna może być zarówno korzystna, jak i szkodliwa dla organizmu żywiciela.

Związek między bakteriami i koralowcami odgrywa ważną rolę w zdrowiu koralowców ( Bourne i Munn 2005 ). W wielu badaniach opisano interakcje między koralowcami i mikrobami ( Ritchie & Smith 1995 ; Richardson 1998 ; Dobretsov & Qian 2004 ; Bourne & Munn 2005 ). Koral miękki Dendronephtya sp. ma powiązanie lub symbiozę z kilkoma bakteriami ( Harder i wsp. 2003 ), powszechnie znanymi jako bakterie związane z koralowcami (CAB). Bakterie te odgrywają ważną rolę w mechanizmie obronnym przed bakteriami chorobotwórczymi. Według Harder i wsp.(2003)ekstrakty z tkanki koralowca i wodne produkty bakterii towarzyszących koralowcom hamowały wzrost i przyczepianie się rodzimych izolatów bakterii, co sugeruje endogenny chemiczny i egzogenny mechanizm biologiczny przeciwko bakteryjnej epibiozie w tym miękkim koralowcu. Ponadto wiele z tych bakterii związanych z koralowcami służyło jako źródło wtórnych metabolitów, w tym nowych antybiotyków ( Radjasa i wsp. 2005 ). Związek między bakteriami a Dendronephtya sp. przyczyniają się do przeciwporostowego mechanizmu innych bakterii poprzez hamowanie przyczepiania się makrourazów na powierzchni Dendronephthya sp. Dobretsov & Qian 2004 ).

Połączenie bakterii i Dendronephthya sp. jest również związana ze zdolnością przetrwania tych koralowców. Jednak badanie dotyczące porównania składu bakteryjnego u Dendronephthya sp. w środowisku naturalnym i sztucznym jest słabo poznana. Metodą zastosowaną w tym eksperymencie był polimorfizm długości fragmentów restrykcyjnych terminalnych (T-RFLP). T-RFLP, jest powszechnie stosowany do określenia wielu społeczności w naturalnego środowiska, np bakterii ( Liu i wsp. 1997 ; Moeseneder i wsp. 1999 ), eukariota ( Marsh i wsp. 1999 ), a Archaea ( Moesenederet al. 1999). ). Porównując dane T-RFLP generowane z różnych społeczności, można znaleźć zmienność w liczbie i wielkości szczytów i można ją ocenić, dostosowując parametry społeczności, takie jak bogactwo i równość ( Dunbar et al. 2000

Celem tego badania jest analiza dynamiki populacji bakterii Dendronephthya sp. W naturalnym i sztucznym środowisku przy użyciu T-RFLP.

MATERIAŁY I METODY

Pobieranie próbek

Korale miękkie zebrano z Selat Sunda, Kabupaten Serang, Zachodnia Jawa, Indonezja (6 ° 7 '12 ”S; 106 ° 9' 1” E). Korale ostrożnie wyniesiono na powierzchnię wody w zamkniętych plastikowych torebkach. Próbka zostanie przeanalizowana tymczasowo; koralowce w naturalnym środowisku określane jako świeża próbka pobrana z morza i koralowce w sztucznym środowisku określane jako koralowce hodowane w akwarium po 2 i 4 tygodniach.

DNA Wspólnoty bakterii

Metoda zastosowana w tym eksperymencie jest zmodyfikowaną metodą z Harder et al. (2003) Korale przepłukano autoklawowaną wodą morską, aby usunąć luźno osadzone bakterie. Powierzchnie każdej kolonii koralowców wymazano sześć razy z różnych części każdej kolonii. Powtórzone wymazy połączono w 5 ml buforu do lizy (1% SDS; 20 mM Tris-HCl pH 8; 2 mM EDTA) i 5 µl proteinazy K (20 mg / ml). Próbki bakterii inkubowano w 37 ° C przez 1 godzinę, a następnie natychmiast zamrożono w -70 ° C. Próbki lizowano w 90 ° C przez 20 min. Po odwirowaniu (9500 xg przez 20 min) supernatantoczyszczono metodą ekstrakcji fenol: chloroform: alkohol izoamylowy (25: 24: 1). Mieszaninę odwirowano przy 9500 xg przez 10 minut i dwukrotnie przeprowadzono oczyszczanie P: ? I. Następnie supernatant oczyszczono chloroformem: alkoholem izoamylowym (24: 1) i odwirowano przy 9500 xg przez 10 min. Następnie całkowity DNA w supernatancie wytrącono zimnym absolutem izopropanolu i inkubowano przez noc w -20 ° C. Po odwirowaniu przy 14 000 xg przez 20 min w 4 ° C, DNA osadu przemyto 500 µl zimnego etanolu (70%). Następnie mieszaninę wirowano przy 16 000 xg przez 3 min. Otrzymane matryce DNA suszono w 37 ° C przez 10 min i ponownie zawieszono w 30 µl buforu TE. Szablony DNA oczyszczono za pomocą Kreatora ®DNA Clean-up System (Promega, Madison, WI, USA) i zamrożone do momentu użycia.

Bacterial Community Analysis using T-RFLP 16s rDNA Amplification for RFLP

PCR 16S rRNA geny (rDNA) u bakterii społeczności DNA przeprowadzono w całkowitej objętości 25 ul zawierającej 1 ul matrycy DNA, 12,5 ul GoTaq Greena ® (Promega, Madison, WI, USA), 1 ul każdego startera uniwersalnego: 63F-FAM (5′- CAGGCCTAACACA TGCAAGTC - 3 ′) ( Moeseneder i wsp. 1999 ) i 1387R (5′- GGGCGGWGTGTACAAGGC - 3 ′) ( Marchesi et al. 1998 ) i ddH 2 O. Starter 63F-FAM znakowane na końcu 5 ' metodą PCR przeprowadzono w 95 ° C przez 10 min; 30 cykli 95 ° C przez 1 min, 55 ° C przez 1 min i 72 ° C przez 1 min; i 72 ° C przez 5 min. Amplifikowane DNA zweryfikowano przez elektroforezę fosforamidytem, fluorochromem 5-karboksyfluoresceiną.2 µl mieszanin PCR w 1% agarozie w buforze 1x TAE.

Analiza T-RFLP

Znakowanych fluorescencyjnie produktów PCR oczyszczono z QIA Szybkie ® Gel Extraction zgodnie z protokołem producenta Kit (Qiagen, Holandia). Oczyszczone amplikony trawiono pojedynczo enzymami endonukleazowymi , jak następuje Bst Ul, Msp I, dan Rsa I (NEB Biolabs, Maryland). Trawienie Bst UI i Rsa I przeprowadzono w całkowitej objętości 20 µl zawierającej 2 µl enzymów restrykcyjnych , 2 µl 10x buforu restrykcyjnego i 16 µl produktów PCR. Trawienie przez Msp Przeprowadzono również w całkowitej objętości 20 µl zawierającej 1 µl enzymów restrykcyjnych, 2 µl 10x buforu restrykcyjnego i 17 µl produktów PCR. Proces trawienia przy użyciu Msp I i Rsa I inkubowano w 37 ° C przez noc, podczas gdy trawienie przy użyciu Bst UI inkubowano w 60 ° C przez noc. Produkty trawienia były dalej oczyszczane przy użyciu zestawu MinElute Reaction Cleanup (Qiagen, Holandia) zgodnie z protokołem producenta.

Osad strawionych produktów zmieszano z 12 µl dejonizowanego formamidu i 0,5 µl wewnętrznego standardu wielkości (ROX-500, Applied Biosystems, Foster City, CA, USA). Tę mieszaninę denaturowano przez 5 min w 95 ° C i natychmiast schłodzono na lodzie przed elektroforezą na analizatorze genetycznym ABI PRISM 310 (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA) działającym w trybie GeneScan . Po elektroforezie określono długość znakowanych fluorescencyjnie końcowych fragmentów restrykcyjnych (TRF) przez porównanie z wewnętrznymi standardami przy użyciu oprogramowania GeneScan (Applied Biosystems, Foster City, CA, USA). Rozmiary fragmentów analizowano za pomocą oprogramowania FragSort w wersji 5.0 z bazą danych z Microbial Community Analysis.

WYNIKI

W tym badaniu dwie Dendronephthya sp. zanalizowano w 0 -go , 2 nd i 4 ty tydzień; mianowicie D1 i D2. Jednak D2 nie przetrwać na 4 -tego tygodnia, a populacja bakterii nie został zbadany. Analiza wzorców TRF wykazała, że wzorce zbiorowisk bakteryjnych w replikowanych koloniach koralowców ulegały fluktuacjom. Na miękkich koralowcach w naturalnym i sztucznym środowisku zaobserwowano kilka różnych profili zbiorowisk bakteryjnych ( tabela 1 ).

Tabela 1 . Klasy szczepów bakteryjnych z koralowców powierzchniowo naturalnego (0 ty tydzień) i sztuczny środowisku (2 ND i 4 TH tygodnie). Liczby reprezentują liczbę gatunków bakterii wykrytych w każdej klasie

Taksonomia (klasa) D1 (0 th tydzień) D1 (2 gi tydzień) D1 (4 th tydzień) D2 (0 th tydzień) D2 (2 gi tydzień)
Actinobacteria 115 ND 7 ND ND
α-proteobakterie 90 43 23 35 32
Arthrobacteria 1 ND 1 ND ND
Bacilli 4 ND 2 1 ND
Bacteroidia 13 1 8 10 3
β-proteobakterie 11 1 1 1 1
Chlorobia 3 ND ND ND ND
Cyjanobakteria 19 6 2 2 ND
Caldilineae ND ND 1 ND ND
δ-proteobacteria ND ND 1 ND ND
Flavobacteria 119 12 85 81 24
γ-proteobakterie 18 1 4 6 1
Mollicutes 1 ND 1 1 ND
Proteobacteria 1 ND ND ND ND
Sfingobakterie 29 1 25 20 2
Niehodowlany mikroorganizm 501 121 263 261 150
Organizm niehodowlany 59 5 42 43 24
Niehodowlane bakterie 2054 987 633 565 308
Niezidentyfikowany organizm 70 19 26 29 10
Całkowity 3108 1197 1125 1055 555

 

ND: nie wykryto, D1: 1 st Dendronephthya Sp. próbki, D2: do 2 nd Dendronephthya Sp. próba.

Zidentyfikowano 15 głównych klas populacji bakterii wraz z niehodowlanymi mikroorganizmami , niehodowlanymi organizmami, niehodowlanymi bakteriami i niezidentyfikowanymi organizmami. Były to Actinobacteria α-proteobacteria , Arthrobacteria, Bacilli , Bacteroidia, β-proteobacteria , Chlorobia, Cyanobacteria , Caldilineae, Δ-proteobacteria, Flavobacteria γ-proteobacteria , Mollicutes , Proteobacteria i Sfingobacteria. Każda klasa składała się z różnych populacji bakterii, nie tylko pod względem rodzaju i gatunku, ale także pod względem liczby.

Podobieństwo populacji bakterii w każdym tygodniu od D1 i D2 testowano metodą statystyczną (P.SI=100-0.5{∑i=1∞|zai-bi|})jak przedstawiono w Tabeli 2 ( Hutagalung 1998 ). Podobieństwo populacji bakterii D1 i D2 w środowisku naturalnym wynosi 65% i wzrost o 10% w stosunku do 2 -go tygodnia uprawy w sztucznym środowisku. Może to być spowodowane podobną ekspozycją bakterii w sztucznym środowisku, która spowodowała, że populacja bakterii na miękkich koralowcach Dendronephthya sp. co powoduje, że są bardziej podobne.

Tablica 2 . Podobieństwo między populacjami bakterii na Dendronephthya sp. w naturalnym (0 ty tydzień) i sztuczny środowisku (2 ND i 4 TH tygodni)

  D1 (0 ty tydzień) (%) D1 (2 gi tydzień) (%) D1 (4th tydzień) (%) D2 (0 tys tydzień) (%) D2 (2 gi tydzień) (%)
D1 (0 tys tydzień)   50 62 65  
D1 (2 nd tydzień) 50   39   75
D1 (4 th tydzień) 62 39      
D2 (0 tys tydzień) 65       70
D2 (2 nd tydzień)   75   70  

 

D1: 1 st Dendronephthya Sp. próbki, D2: do 2 nd Dendronephthya Sp. próba.

Podobieństwo populacji bakteryjnej między 0 ty tydzień i 2 ND tygodniu hodowli w D1 i D2 50 i 70%, odpowiednio. Po 4 ty tydzień uprawy D1 podobieństwo populacji bakterii została zwiększona o 12% w stosunku do 2 -go tygodnia uprawy.

DYSKUSJA

Liczby każdej populacji bakterii w D1 były różne w przypadku organizmów w D2. W każdym tygodniu uprawy w sztucznym środowisku występowało również kilka różnych populacji bakterii. Może się tak zdarzyć, ponieważ każdy żywy organizm jest wyjątkowy i nie jest podobny, a więc ilość bioaktywnego związku wytwarzanego przez każdy organizm, która może hamować wzrost innego organizmu. Z czasem zmniejszała się również populacja bakterii w sztucznym środowisku.

Stwierdzono, że koralowce towarzyszące społecznościom bakteryjnym są w dużej mierze specyficzne dla koralowców ( Ritchie & Smith 2004 ). Zmiany w społeczności bakterii mogą wpływać na zdrowie koralowca ( Kapley i in. 2007 ). Kilka badań wykazało również, że odmienność zarówno składu, jak i funkcji mikrobioty była związana ze zdrowymi i chorymi koralowcami ( Cooney i wsp. 2002 ; Frias-Lopez i wsp. 2002 ; Pantos i wsp. 2003 ; Bourne 2005 ; Reis i wsp. 2009). Wykazano, że społeczność bakteryjna całej kolonii koralowców została dotknięta nawet wtedy, gdy bardzo mała część kolonii wykazywała oznaki choroby ( Pantos i in. 2003 ). Sekar i in. (2008) zaproponowali, że degradacja jakości wody, na przykład poprzez zwiększenie ilości składników odżywczych, może przyczynić się do rozwoju niektórych wirulentnych proteobakterii.

Klasy Caldilineae i Δ-proteobacteria nie zostały wykryte w środowisku naturalnym, ale po 4 tygodniach uprawy wykryto gatunki z tych klas. Obecność tych gatunków 4 TH tygodnia uprawy mogą pochodzić z siedliska sztucznego i ze względu na zmianę bioaktywnych związków wytwarzanych za pomocą innych przylepiania bakterii na korali miękkich ułatwiających tych gatunków do mocowania.

Dynamika populacji bakterii związanych z Dendronephthya sp. Może odgrywać dużą rolę w zdolności przetrwania tych miękkich koralowców. Przewidywano, że przedstawiciele Actinobacteria , Arthrobacteria, Chlorobia, Caldilineae, Δ-proteobacteria i Proteobacteria mają wpływ na zdolność przeżycia D1 i D2. Obecność tych klas bakterii może pomóc D1 żyć 2 tygodnie dłużej niż D2. Aby osiągnąć przeżywalność koralowców, Rohwer i Kelley (2004) postawili hipotezę, że bakterie związane z koralowcami odgrywają rolę w odporności na choroby poprzez rywalizację o składniki odżywcze, przestrzeń lub produkcję antybiotyków. Według Harder i wsp. (2003), na ciele koralowców miękkich zidentyfikowano 3 główne klasy hodowanych bakteriiDendronephthya sp. w naturalnym środowisku. Były to γ-proteobacteria α-proteobacteria i Cytophaga-Flexibacter-Bacteroides. W porównaniu z wynikami Harder et al. (2003) stwierdzono podobieństwo przewidywanych klas. Klasę proteobakterii wykryto metodą zależną od hodowli i niezależną od hodowli (T-RFLP).

Proteobakterie były największą i najbardziej zróżnicowaną grupą eubakterii . Proteobakterie są powszechnie spotykane w środowisku morskim i mogą być wykorzystywane jako biomarker bakterii morskich ( Taylor i in. 2007 ). Ponadto Proteobacteria mogą wytwarzać związki biologiczne o niskiej masie cząsteczkowej zawierające środki przeciwdrobnoustrojowe, cytotoksyczne, antybiotyki i bioaktywny ekstrakt ( Thomas i in. 2010 ). Chociaż badania 16S rRNA wykazały, że są one powiązane filogenetycznie, proteobakterie różnią się znacznie pod wieloma względami. Większość członków jest fakultatywnie lub obligatoryjnie beztlenowymi chemoautotrofami i heterotroficzne, ale są liczne wyjątki. Porównanie sekwencji 16S rRNA wykazało, składa się z pięciu klas, są to α-proteobacteria, β-proteobacteria , γ-proteobacteria, Δ-proteobacteria i ɛ-proteobacteria.

Różnica podobieństwa populacji bakterii na D1 i D2 może być spowodowana różnicą związków bioaktywnych wytwarzanych przez każdą próbkę. Dłuższy czas hodowli miękkich koralowców w sztucznym środowisku zwiększyłby podobieństwo populacji bakterii, co może być spowodowane śmiertelnością, wskaźnikiem urodzeń lub migracją niektórych bakterii, które mogą przyczyniać się do zdolności przetrwania tego koralowca.

Bakterie towarzyszące koralowcom (CAB), które odegrały dużą rolę w zdolności przetrwania miękkich koralowców Dendronephthya sp., Zwłaszcza w sztucznym środowisku, pochodziły z klasy proteobakterii. W badaniu dynamiczną populację CAB można badać metodą T-RFLP. Wynik pokazał, że hodowla miękkich koralowców po 2 tygodniach w sztucznym środowisku zwiększyła o 10% podobieństwo populacji bakterii na 2 różnych gatunkach. Dłuższy czas hodowli miękkich koralowców w sztucznym środowisku zwiększyłby podobieństwo populacji bakterii.

 

 

BIBLIOGRAFIA

Borneman, 2001
Borneman
Aquarium Corals: Selection, Husbandry, and Natural History Microcosm Neptune City, NJ 2001 , str. 464
Seria TFH Professional
Bourne i Munn, 2005
DG Bourne CB MunnRóżnorodność bakterii związanych z koralowcem Pocillopora damicornis z Wielkiej Rafy Koralowej
Environ Microbiol 2005 , str. 1162 1174
Cooney i wsp. 2002
RP Cooney Pantos MDA Le Tissier MR Barer AG O'Donnell JC BythellCharakterystyka konsorcjum bakteryjnego związanego z chorobą czarnego pasma koralowców przy użyciu molekularnych technik mikrobiologicznych
Environ Microbiol 2002 , str. 401 413
Dobretsov i Qian, 2004
Dobretsov PY QianRola bakterii epibiotycznych z powierzchni koralowca miękkiego Dendronephthya sp. W zahamowaniu osadnictwa larw
J Exp Biol Ecol Mar 299 2004 r , str. 35 50
Dunbar i in., 2000
Dunbar LO Ticknor CR KuskeOcena różnorodności drobnoustrojów w czterech glebach południowo-zachodnich Stanów Zjednoczonych za pomocą analizy fragmentów restrykcyjnych końca genu 16S rRNA
Appl Environ Microbiol 66 2000 , str. 2943 2950
Fabricus i Alderslade, 2001
Fabricius P. Alderslade
Miękkich korali i morze Fani: kompleksowy przewodnik do Tropical płytkowodny Genera w środkowo-zachodnim Pacyfiku, Oceanu Indyjskiego i Morza Czerwonego Australia Institute of Marine Science Australia 2001 , ss. 112 115
Frias-Lopez i in., 2002
Frias-Lopez AL Zerkle GT Bonheyo BW FoukePodział społeczności bakteryjnych między wodą morską a zdrowe, chore na czarne pasma i martwe powierzchnie koralowców
Appl Environ Microbiol 68 2002 , str. 2214 2228
Harder i in., 2003
Harder SCK Lau Dobretsov TK Fang PY QianCharakterystyczne epibiotyczne zbiorowisko bakterii na miękkim koralowcu Dendronephthya sp. a działanie przeciwbakteryjne ekstraktów z tkanki koralowca sugeruje chemiczny mechanizm przeciw epibiozie bakteryjnej
FEMS Microbiol Ecol 43 2003 , str. 337 347
Hutagalung, 1998
RA Hutagalung
Evolution of the Garonne Fish Culture in Toulouse in an Anthropised Environment: Biological and Ecological Analyses [Dissertation] INP Toulouse Toulouse, France 1998 )
Kapley i in., 2007
Kapley Siddiqui Misra SM Ahmad HJ PurohitWstępna analiza różnorodności bakteryjnej związanej z koralowcem Porites z Morza Arabskiego
World J Microbiol Biotechnol 23 2007 , s. 923 930
Liu i in., 1997
WT Liu TL Marsh Cheng LJ ForneyCharakterystyka różnorodności drobnoustrojów poprzez określenie końcowych polimorfizmów długości fragmentów restrykcyjnych genów kodujących 16S rRNA
Appl Environ Microbiol 63 1997 , str. 4516 4522
Marchesi i in., 1998
JR Marchesi Sato AJ Weightman TA Martin JC Fry SJ HiomProjektowanie i ocena przydatnych starterów PCR specyficznych dla bakterii, które wzmacniają geny kodujące bakteryjne 16S rRNA
Appl Environ Microbiol 64 1998 , str. 795 799
Marsh, 1999
TL MarshPolimorfizm długości fragmentów restrykcyjnych końcowych (T-RFLP): nowa metoda charakteryzowania różnorodności wśród homologicznych populacji produktów amplifikacji
Curr Opin Microbiol 1999 , str. 323 327
Moeseneder i in., 1999
MM Moeseneder JM Arrieta Muyzer Winter G. HerndlOptymalizacja analizy polimorfizmu końcowej długości fragmentów restrykcyjnych dla złożonych morskich zbiorowisk bakterioplanktonu i porównanie z elektroforezą w żelu z denaturującym gradientem
Appl Environ Microbiol 65 1999 , str. 3518 3525
Pakhomov i in., 2004
AA Pakhomov NY Martynova NG Gurskaya TA Balashova VI MartynovFotokonwersja chromoforu białka fluorescencyjnego z Dendronephthya sp
Biochemistry (Moskwa) 69 2004 , str. 901 908
Pantos i in., 2003
Pantos RP Cooney , MDA Le TissierEkologia bakteryjna choroby przypominającej płytkę nazębną, która dotyka koralowca karaibskiego Montastrea annularis
Environ Microbiol 2003 , str. 370 - 382
Radjasa i in., 2005
OK Radjasa Martens HP Grossart Sabdono Simon T BachtiarWłaściwości antybakteryjne bakterii Pseudoalteromonas luteoviolacea związanych z koralowcami w stosunku do patogennych krewetek Vibrio harveyi (badanie in vitro)
Hayati 12 2005 , str. 77 81
Reis i in., 2009
AMM Reis SD Araujo RL Moura RB Francini Pappas AMA Coelho RH Kruger FL ThompsonRóżnorodność bakteryjna związana z endemicznym brazylijskim koralowcem rafowym Mussismilia braziliensis
J Appl Microbiol 106 2.009 , str. 1378 1387
Richardson, 1998
LL RichardsonChoroby koralowe: co tak naprawdę wiadomo?
Trends Ecol Evol 13 1998 , str. 438 443
Ritchie i Smith, 1995
KB Ritchie GW SmithPreferencyjne wykorzystanie węgla przez powierzchniowe zbiorowiska bakterii z masy wodnej, zdrowej i białej choroby Acropora cervicornis
Mol Mar Biol Biotech 1995 , str. 345 354
Ritchie i Smith, 2004
KB Ritchie GW SmithZbiorowiska drobnoustrojów warstw mukopolisacharydów powierzchni koralowców
Rosenberg Loya (red.) Coral zdrowie i choroba Springer-Verlag Heidelberg 2004 , str. 259 263
Rohwer i Kelly, 2004
Rohwer S. KellyNiezależne od kultury analizy drobnoustrojów związanych z koralowcami
Rosenberg Loya (red.) Coral zdrowie i choroba Springer-Verlag Heidelberg 2004 , str. 259 263
Sekar i in., 2008
Sekar LT Kaczmarsky LL RichardsonSkład społeczności drobnoustrojów choroby czarnego pasma na koralowym żywicielu Siderastrea siderea z trzech regionów szerszych Karaibów
Mar Ecol-Prog Ser 362 2008 , s. 85 98
Taylor i in., 2007
MW Taylor Radax Steger WagnerMikroorganizmy związane z gąbką: ewolucja, ekologia i potencjał biotechnologiczny
Microbiol Mol Biol Rev 71 2007 , str. 295 347
Thomas i in., 2010
TRA Thomas DP Kavlekar PA LokabharantiMorskie leki ze stowarzyszenia gąbka-drobnoustroje
Mar Drugs 2010 , str. 1417 1468
Edytowane przez Gość

Udostępnij tę odpowiedź


Odnośnik do odpowiedzi
Udostępnij na innych stronach

Jeśli chcesz dodać odpowiedź, zaloguj się lub zarejestruj nowe konto

Jedynie zarejestrowani użytkownicy mogą komentować zawartość tej strony.

Zarejestruj nowe konto

Załóż nowe konto. To bardzo proste!

Zarejestruj się

Zaloguj się

Posiadasz już konto? Zaloguj się poniżej.

Zaloguj się

×