Za dużo światła!

[Gość]

„ Czy to możliwe, że nad moim akwarium rafowym może być za dużo światła?” to proste – i uzasadnione – pytanie. Opinie są bardzo zróżnicowane, jeśli chodzi o to, ile światła wystarczy (lub za dużo). Chociaż wiadomo, że nadmierne światło w środowisku naturalnym powoduje problemy dla roślin, glonów i zooxantelli, toczy się debata, czy możliwe jest zapewnienie zbyt dużej ilości światła – zwłaszcza dla małych polipowatych koralowców kamiennych – w sztucznym otoczeniu. Ten krótki artykuł przedstawi wyniki eksperymentu, w którym koralowiec został wystawiony na działanie sztucznego światła o wysokiej intensywności w otoczeniu, które prawdopodobnie jest replikowane przez wiele akwariów rafowych. Omówi również koncepcje dobrze ugruntowane w świecie badań botanicznych - te dotyczące intymnego i skomplikowanego świata fotosyntezy, a także zapewni wgląd w dynamikę fotosyntezy, gdy koralowiec jest narażony na nagłe, intensywne światło sztuczne.

 

Wstęp

Postępy w oprzyrządowaniu w ciągu ostatnich dwóch dekad umożliwiły nieinwazyjne sposoby badania kinetyki fotosyntezy (zob. jednak ograniczenia wynikające z niedostatecznego ruchu wody w części Dyskusja). Godnym uwagi postępem jest modulowana fluorometria pulsacyjna. Jeden z tych instrumentów, fluorometr z pulsacyjną modulacją amplitudy (PAM), bada fluorescencję chlorofilu i jest w stanie określić, w jaki sposób energia jest wykorzystywana (i nie jest wykorzystywana) przez reakcje fotochemiczne. Zasadniczo fluorometr chlorofilu PAM jest "miernikiem fotosyntezy" i pozwala uzyskać wgląd w reakcje fotochemiczne i niefotochemiczne.

Chlorofile są licznymi fotopigmentami i wraz z pigmentami pomocniczymi lub antenowymi gromadzą energię świetlną. Produkty uboczne tlenu cząsteczkowego i węgla organicznego są ostatecznie wytwarzane w procesie znanym jako fotosynteza.

Jeśli forma chlorofilu – chlorofil a – zostanie wystawiona na działanie silnego światła, pochłonie część energii światła i wykorzysta ją w fotosyntezie. Chlorofil a również absorbuje i emituje część energii tego światła na niższym poziomie energii w zjawisku znanym jako fluorescencja. Emisje fluorescencyjne chlorofilu a są ogólnie uważane za czerwone i wiadomo, że mieszczą się w zakresie od _{660 nm do} 760 nm. Rośliny, algi morskie i koralowce ze zdrowymi symbiotycznymi bruzdnicami będą fluoryzować pod wpływem stosunkowo dużej ilości światła widzialnego. Fluorescencja chlorofilu jest proporcjonalna (do punktu) do ilości promieniowania aktywnego fotosyntetycznie. Jeżeli żadna energia światła jest dostępny, na przykład, 20 minut, fluorescencji chlorofilu jest na każdym względem, na zero, co oznacza bardzo słaby ilość światła (<1 μmolm2sec) nanosi się za pomocą miernika PAM powoduje chlorofil do słabo fluorescencja. Jest to mierzone i zgłaszane jako minimalna fluorescencja (Fo). Jeśli krótki impuls intensywnego, nasycającego fotosyntetycznie światła zostanie przyłożony do próbki przystosowanej do ciemności , fluorescencja wzrośnie do maksymalnego poziomu. Nazywa się to maksymalną fluorescencją (Fm – patrz rysunek 1). Możliwe jest również oszacowanie „zmiennej” fluorescencji (Fv) po prostu odejmując Fo od Fm. Fluorescencja oświetlonejpróbki podczas nasycającego impulsu światła, gdy wszystkie centra reakcji PS II są nasycone światłem („zamknięte”), nazywa się maksymalną fluorescencją (Fm' – symbol prymarny oznacza oświetloną próbkę). Fm' jest generalnie mniejsze niż Fm. Jeśli odjąć Fm' od Fm, różnica wynika z „reakcji niefotochemicznych” (oznaczonych jako qN lub NPQ, w zależności od okoliczności). Reakcje niefotochemiczne konkurują z reakcjami fotochemicznymi w „wygaszeniu” (tłumieniu) maksymalnej fluorescencji. Zatem wyniki pomiarów fluorescencji „minimalnej”, „zmiennej” i „maksymalnej” można matematycznie manipulować, aby określić, w jaki sposób energia świetlna jest wykorzystywana i/lub rozpraszana.

 

Rysunek 1. Fluorescencja chlorofilu. Według Schreibera, 1997.

Uwaga: Ten fluorometr wykorzystuje „czerwoną” diodę elektroluminescencyjną (LED) jako światło „aktynowe”. Ta energia świetlna jest pochłaniana przez centrum reakcji PS II, zawierające Pigment 680 (P-680). Ponieważ P-680 (specjalna forma chlorofilu a ) pochłania energię zebraną przez chlorofile a , c2 i pigmenty pomocnicze, takie jak perydyna, pasmo czerwonego wzbudzenia jest odpowiednie do stosowania z zooxantellae. Filtr światła (odcięcie λ <680 nm) zapobiega myleniu przez wewnętrzny fotowzmacniacz PAM długości fali wzbudzenia z tymi z fluorescencji chlorofilu. Istnieją pewne zalety (i wady) stosowania „niebieskiej” diody LED jako źródła aktynicznego, jednak nie odrzucają one wyników uzyskanych podczas używania czerwonych długości fal jako źródła wzbudzenia.

 

Poniższe wzory służą do określania wydajności fotochemicznych:

Gaszenie fotochemiczne (qP)

(Fm'-Ft)/ (Fm'-Fo). qP to energia pochłonięta przez PS II.

Hartowanie niefotochemiczne (qN)

Ryc. 2: Mikrofotografia elektronowa zooxantelli z koralowca kamiennego. Chloroplasty zawierające błony tylakoidowe są głównymi strukturami w obrębie bruzdnicy. Zdjęcie dzięki uprzejmości dr Dennisa Aarona i dr Stevena Poeta z University of Georgia, College of Veterinary Medicine.

(Fm-Fm')/ (Fm-Fo). qN jest ogólnie związany z aktywnością niefotochemiczną, taką jak rozpraszanie pochłoniętej energii w postaci ciepła lub jako wstęp do fotosyntezy pobudzający tylakoidy. Hartowanie niefotochemiczne (NPQ) (Fm-Fm')/Fm'. NPQ jest szczególnie związane z rozpraszaniem energii jako niepromieniujące ciepło w „cyklu ksantofilu”. Wydajność konwersji energii fotochemicznej (Fm'-Ft)/Fm' = ΔF/Fm'

 

Struktury zbierające światło Zooxantellae

Fotopigmenty zbierające światło w obrębie zooksantelli znajdują się w błonach tylakoidów zawartych w strukturach zwanych chloroplastami (patrz rysunek 2). Uważa się, że jeden Fotosystem I i jeden Fotosystem II są rozmieszczone na tylakoidach w odległości kilku mikronów, dzięki czemu mogą skutecznie przenosić energię. Te połączone fotosystemy są znane jako jednostka fotosyntetyczna lub PSU (Kirk, 2000).

 

1. Umiarkowana ilość światła (lub PAR – fotosyntetycznie aktywne promieniowanie) pada na jedną z wielu błon tylakoidowych (linia brązowa) zawierających Jednostkę Fotosyntetyczną (składającą się z jednego Fotosystemu II i jednego Fotosystemu I) w zdrowej zoxantelli. Fotopigmenty Photosystem II (PS II) absorbują PAR i przekazują jego energię do „Centrum reakcji” w PS II. Zwróć uwagę, że niektóre zmienne chlorofily a fluorescencja występują nawet przy umiarkowanym natężeniu światła , ponieważ centra reakcji pochłaniają światło i zaczynają się „zamykać”. Na każde dwie rozdzielone cząsteczki wody powstaje jedna cząsteczka tlenu.
   

   Rysunek 3. Prosty schemat fotosyntezy

2. Energia świetlna zebrana przez PS II jest przekazywana do PS I (konkretnie do Centrum Reakcji PS I). Fotopigmenty PS I zbierają również PAR przekazuje energię do:
3. Cykl Calvina, w którym węgiel nieorganiczny jest przekształcany w cukier prosty.
4. W warunkach wysokiej intensywności PAR w grę wchodzą „zawory bezpieczeństwa” nadmiaru energii świetlnej. Centra reakcji PS II pochłaniają tyle energii, ile mogą (mówi się, że fotosynteza jest „nasycona”, gdy wszystkie centra reakcji są „zamknięte”), a dwa zabezpieczenia zrzucają nadmiar energii:
5. Fluorescencja chlorofilu , która zależy od liczby „zamkniętych” centrów reakcji oraz:
6. Przeniesienie energii do „cyklu ksantofilowego”, w którym energia pochłonięta przez pigmenty czułków jest rozpraszana jako niepromieniujące ciepło i obejmuje odwracalną, za pośrednictwem światła konwersję diadinoksantyny do diatoksantyny w zooksantellach koralowców.
7. W ciemności fluorescencja chlorofilu PS II jest minimalna i nie zachodzi fotochemia. Jednak cykl ksantofilowy kontynuuje konwersję diatoksantyny z powrotem do diadinoksantyny.
   

   Rysunek 4. Terminologia i definicje fluorometrii PAM.

8. W ciemności stwierdza się minimalną fluorescencję chlorofilu PS II. Innymi słowy, fotosystem nie dysponuje energią i jest w pełni „otwarty” (utleniony) i gotowy do pochłaniania energii świetlnej. Do próbki przykładana jest niewielka ilość energii świetlnej, co wywołuje fluorescencję chlorofilu, znaną jako Minimalna Wydajność Fluorescencji po adaptacji do ciemności i oznaczona jako Fo. Jeśli nasycający impuls światła zostanie przyłożony do próbki przystosowanej do ciemności, centra reakcyjne zostaną „zamknięte” (zredukowane), a fluorescencja chlorofilu osiągnie najwyższą wartość. Maksymalna fluorescencja próbki przystosowanej do ciemności nazywana jest Fm.
9. Po oświetleniu nienasyconym natężeniem światła cząsteczki chlorofilu PS II zaczynają fluorescencję, ponieważ centra reakcji są zmniejszone (zamknięte). Ta fluorescencja jest znana jako zmienna fluorescencja (Fv, która jest równa Fm – Fo – lub Fm' – Fo', patrz poniżej).
10. Maksymalna fluorescencja oświetlanej próbki jest znana jako Fm'.
11. W warunkach prawidłowego oświetlenia (i innych warunków środowiskowych), szybkość transportu elektronów (ETR) będzie kontynuowana między fotosystemami I i II. Mówi się, że fotosynteza jest „nasycona”, gdy ilość PAR dostępnego dla fotosystemów osiąga lub przekracza maksymalną szybkość pochłanianą przez fotosystem, a zwiększenie ilości światła nie zwiększy szybkości fotosyntezy. Następnie należy zastosować metodę rozpraszania energii – inną niż wygaszanie fotochemiczne (tj. absorpcję energii stosowanej w fotochemii i zwaną qP) – która jest znana jako:
    

    Ryc. 5: Fotografia makro pięknego korala kamiennego, Montipora patula, użytego w tym eksperymencie. Zwróć uwagę na koncentrację zooxantellae w tkankach polipów i guzków kościotwórczych.

12. „Hartowanie niefotochemiczne” lub NPQ. NPQ obejmuje „cykl ksantofilowy”, w którym ochronne pigmenty rozpraszają nadmiar zebranych fotonów jako niepromieniujące ciepło.

 

Procedura

Mała kolonia „Rice Coral” ( Montipora patula , patrz Ryc. 5) została wybrana z jednego z zewnętrznych akwariów NELHA (Natural Energy Laboratory of Hawaii) o pojemności 75 galonów, które mają stały przepływ wody morskiej pompowanej z głębokości _{13 m . Mimo że tkanina zacieniająca jest używana do tłumienia naturalnego światła słonecznego, wszystkie zwierzęta przebywające w tym zbiorniku otrzymują światło o maksymalnej intensywności} 800 μmol∗m ² ∗sec.

Ta kolonia koralowców została przetransportowana w 19-litrowym plastikowym wiadrze wypełnionym wodą morską do zaciemnionego i klimatyzowanego laboratorium. Koral został przeniesiony do okrągłej 4-litrowej komory z fałszywym dnem z tworzywa sztucznego, z materiału „skrzynki na jajka”. Kontener został również wypełniony naturalną wodą morską . (Patrz Rysunek 6).

Rysunek 6: Przygotowanie eksperymentu. Szczegóły znajdziesz w tekście.

Mieszadło magnetyczne i duży mieszadełko zapewniały względnie stały ruch wody w komorze. Po 30-minutowym okresie „adaptacji do ciemności” (aby umożliwić centrom reakcyjnym PS II „otwarcie”), fluorometr chlorofilowy PAM 210 (Heinz Walz GmbH, Effeltrich, Niemcy), wyposażony w zanurzalny przewód światłowodowy (około 1,5 mm średnicy), oszacowano fluorescencję zooxantellae Fo i Fm, po korekcji szumu sygnału instrumentu (Zero Offset). Końcówkę sondy ustawiono tak, aby monitorować tkankę między polipami – guzek. Następnie użyto 400-watowej lampy metalohalogenkowej 6500K* do oświetlania próbki koralowców, która po całkowitym „ogrzaniu” dostarczała maksymalnie 645 μmol∗m ²∗sec na powierzchni koralowca. Lampa znajdowała się około 20 cm od powierzchni wody. Materiał akrylowy Lexan Solar™, umieszczony na górze komory, tłumił promieniowanie ultrafioletowe (<390 nm) do zaledwie kilku mikrowatów/cm, a także pochłaniał energię cieplną generowaną przez lampę. Mały wentylator domowy (w połączeniu z klimatyzacją w pomieszczeniu) utrzymywał w miarę stałą temperaturę wody w pojemniku, chociaż w trakcie eksperymentu (około 60 minut) odnotowano niewielki wzrost temperatury z 26° do 27°C. Uważa się, że ta temperatura nie szkodzi przynajmniej niektórym gatunkom zooksantelli i koralowców (Jones et. al., 1998) i z pewnością jest poniżej górnej granicy termicznej 32-36º C podanej przez Hoegh-Guldberga (1999) oraz Fitta i Warnera ( 1995).

Światło nasycenia miernika PAM zostało ustawione na maksymalne ustawienie i dostarczało impulsy światła przez kabel światłowodowy o wartości 791 μmol∗m ² ∗sec (w przybliżeniu tyle samo, co maksymalne natężenie normalnie doświadczane przez koralowiec w południe). Te parametry były monitorowane podczas eksperymentu: minimalna fluorescencja (przystosowana do ciemności lub Fo), maksymalna fluorescencja (przystosowana do ciemności lub Fm), zmienna fluorescencja (Fv), fluorescencja w danym czasie (Ft), maksymalna fluorescencja (Fm' ), qP (gaszenie fotochemiczne), qN (gaszenie niefotochemiczne) i NPQ (gaszenie niefotochemiczne).

 

Rysunek 7: 400-watowa lampa została włączona o 2:48 i wyłączona o 3:20 na czas ekspozycji 32 minuty. Maksymalny PAR osiągnął 662 μmol∗m2∗sec.

*Niechętnie podaję nazwę marki tej lampy, ale powiem, że jest to podstawa w branży akwarystycznej i tak jest od lat. Celem eksperymentu było zbadanie reakcji zooksantelli na nagłe, intensywne sztuczne oświetlenie i uważa się (ale nie udowodniono), że wyniki byłyby takie same dla każdej innej lampy.

 

Wyniki

Ryciny 7 i 8 przedstawiają dynamikę fotosyntezy w obrębie zooxantellae okazu Montipora patula . Wydajność fotosyntezy i wygaszanie fotochemiczne zmniejszały się wraz ze wzrostem promieniowania, podczas gdy wygaszanie niefotochemiczne wzrastało.

 

 

Rysunek 8: Wygaszanie fotochemiczne (qP) załamało się po ok. 1 godz. 12-minutowa ekspozycja na coraz większą ilość światła widzialnego (ale filtrowanego pod kątem promieniowania ultrafioletowego). Maksymalny qP tuż przed ekspozycją wyniósł 0,398 i spadł do zera. Ponieważ fotochemia nie rozpraszała zaabsorbowanej energii świetlnej, niefotochemiczne gaszenie (NPQ) zrzucało ją jako ciepło niepromieniujące.

Dyskusja

Silne oświetlenie najwyraźniej spowodowało drastyczne zmiany w reakcjach fotochemicznych i wydaje się wskazywać na symbiotyczny związek w niebezpieczeństwie. Sugeruje to, że fotoinhibicja może rzeczywiście wystąpić przy stosunkowo niskim natężeniu światła – widzimy możliwość gwałtownego zmniejszenia szybkości fotosyntezy już przy 260 μmol∗m ² ∗sec. Natężenie światła na tym poziomie z pewnością mieści się w potencjale wydajnych systemów oświetleniowych, w tym świetlówek standardowych, VHO i PC oraz żarówek metalohalogenkowych o mocy pojedynczej (lub łączonej) od około 200 watów. Znaczne wygaszanie niefotochemiczne (NPQ, przekraczające 0,5) wydaje się przy niższym natężeniu światła – ~100 μmol∗m ² ∗sec.

Kolonie Montipora patula są ogólnie uważane za koralowce płytkowodne, najczęściej spotykane wysoko na zboczach rafy lub w płytkich zatokach, które zapewniają ochronę przed silnym działaniem fal (Gulko, 1998). Kolonia ta nie była wyjątkiem i została legalnie zebrana na głębokości około 8 m od zachodniego brzegu dużej wyspy Hawaje. Ta konkretna kolonia była w pełni wystawiona na działanie światła słonecznego na głębokości (przy maksymalnym poziomie PAR szacowanym na około 1000 μmol∗m ² ∗sec w południe w bezchmurny dzień).

Ten okaz Montipora patula był trzymany od miesięcy w niewoli, gdzie naturalne światło słoneczne dostarcza maksymalnie około 800 μmol∗m ² sec przez kilka godzin dziennie. Ten koralowiec prawdopodobnie przystosował się do światła o wysokiej intensywności w jak największym stopniu, jednak oznaki dynamicznego fotoinhibicji są widoczne przy stosunkowo niskiej intensywności światła, z załamaniem się wygaszania fotochemicznego (qP) przy ~32% normalnego maksymalnego natężenia światła w niewoli.

Wygaszanie niefotochemiczne (qN) zmierzono przy około 0,4 w ciągu pierwszych kilku minut eksperymentu, kiedy lampa metalohalogenkowa była „wyłączona”, a jedyna dostępna energia świetlna pochodziła z niskiej mocy diod LED fluorometru PAM. qN, przy tej niskiej wartości, jest związane z „energetyzacją błony tylakoidów”. Gdy wartości qN przekraczają 0,5, stosuje się inny pomiar wygaszania niefotochemicznego – NPQ – który jest wrażliwy na tę część wygaszania niefotochemicznego, która wykazuje rozpraszanie nadmiaru PAR w postaci ciepła niepromieniującego (Schreiber, 1997). Tak więc qN jest zgłaszane w ciągu pierwszych kilku minut eksperymentu, po czym ani qN, ani NPQ nie jest zgłaszane w fazie przejściowej tuż po włączeniu lampy, a na koniec NPQ, gdy przekracza wartość 0,5, i dlatego jest wygodnym wskaźnikiem „za dużo światła”. Z pewnością istnienie NPQ w tej kolonii koralowców stanowi mocny argument za obecnością dynamicznej fotoinhibicji przez ksantofile.

Podczas przeglądania wyników należy uwzględnić kilkuminutowy „współczynnik opóźnienia”. Ponieważ niektóre fotoreakcje zachodzą stosunkowo wolno, Schreiber (1997) zaleca, aby pomiary „wygaszania fotochemicznego” i „wygaszania niefotochemicznego” miały miejsce dopiero po naświetleniu próbki fotosyntetycznej przez około 2 minuty, aby umożliwić tym „powolnym” reakcjom fotosyntezy zdarzać się.

 

Istnieje możliwość, że przewód światłowodowy miernika PAM w bliskiej odległości od koralowca (odległość 2 mm) mógł wytworzyć pogrubioną warstwę graniczną wokół badanego obszaru i potencjalnie skutkować ograniczeniem dyfuzji składników pokarmowych (prawdopodobnie azotu, żelazo, fosfor itp. – por. Gorbunov i in., 2000; Atkinson i in., 1994; Atkinson i Bilger, 1992). Ralph i wsp. 2002 zalecają stosowanie małych kabli światłowodowych w celu różnicowania szybkości fotosyntezy w tkankach guzowatych i polipów oraz w celu zminimalizowania wpływu obecności sondy na wyniki. Mając to na uwadze, mieszadło magnetyczne zostało wyregulowane, aby zapewnić prędkości przepływu 15 cm/s w komorze (oceniane wizualnie) i wydaje się, że odpowiedni ruch wody powoduje turbulencje w koralachdostarczono kolonię. Jest tu ważna kwestia – ruch wody w akwarium nabiera dodatkowego znaczenia, jeśli niewielka przeszkoda rzeczywiście może wywołać tego rodzaju
reakcję w obrębie zooxantelli. Prędkość prądu w komorze (15 cm/s) jest zbliżona do maksymalnych prędkości mierzonych na osłoniętych hawajskich rafach przy bezwietrznej pogodzie (Riddle, niepublikowane). Korzystając z cyfrowego miernika prędkości wody do pomiaru ruchu wody w setkach akwariów, mogę stwierdzić z pewnym uzasadnieniem, że większość z nich nie może dorównać, a nawet zbliżyć się do „naturalnego” ruchu wody.

Należy przypomnieć, że ten eksperyment przeprowadzono z ubogą w składniki odżywcze naturalną wodą morską. Mieszanki sztucznej wody morskiej są na ogół wzbogacane mikroelementami w porównaniu z wodami oceanicznymi (Atkinson i Bingman, 1999), a dojrzałe wody akwariowe mają tendencję do zawierania podwyższonego stężenia mikro- i makroelementów (Atkinson i wsp., 1995). Co ciekawe, uważa się, że niedobór składników odżywczych (szczególnie azotu) symbiotycznych zooxanthellae powoduje stosunkowo niską wydajność fotosyntezy (Fv/Fm tylko _{0,39, w przeciwieństwie do 0,50 do 0,75 dla traw morskich i}0,65 dla wielu gatunków planktonu (Falkowski i Kolber, 1995; Gorbunov i in., 2000), a około 0,80 dla roślin zielonych naziemnych – obserwacje własne). Plony fotosyntezy wahały się od 0,62 do 0,66 w zooxantellae wyizolowanych z koralowców i hodowanych w warunkach bogatych w składniki odżywcze (Kolbert i wsp., 1988). Porównaj te informacje z informacjami Bongiorni i in., 2003, który donosi o stosunkowo wysokim tempie wzrostu
koralowców kamiennych narażonych na podwyższone poziomy składników odżywczych generowanych przez pobliską komercyjną hodowlę ryb. Z pewnością intrygujący jest pogląd, że niewielkie zapłodnienie symbiotycznych zooksantelli może znacząco wpłynąć na aktywność fotosyntezy.

Wydajność fotosyntezy powróciła do „normalnego” poziomu zaledwie kilka minut po zgaszeniu 400-watowej lampy, co wskazuje na ekspozycję na filtrowane UV, ale nasycające promieniowanie przez około 1 godzinę nie spowodowało trwałego (przewlekłego) fotoinhibicji uszkodzenia aparatu fotosyntetycznego (jako wskazywane w ciągu ostatnich kilku minut eksperymentu przez szybki spadek NPQ i równoczesny wzrost zarówno wydajności, jak i wygaszania fotochemicznego).

Na hamowanie cyklu Calvina wskazuje zauważalny spadek tempa transportu elektronów w połączeniu z silnym wzmocnieniem wygaszania niefotochemicznego zależnego od energii (Jones et al., 1998). Wyniki tego doświadczenia wskazują na gwałtowny spadek wydajności fotosyntezy i szybki wzrost niefotochemicznego wygaszania fluorescencji. Szybkość transportu elektronów wzrosła, choć nieznacznie, tylko dzięki bardzo silnemu oświetleniu w połączeniu z wyjątkowo niskimplony. Należy zauważyć, że wygaszanie fotochemiczne praktycznie załamało się w ciągu kilku minut po rozpoczęciu naświetlania. Uważa się, że niezdolność „ciemnych reakcji” do pochłaniania energii powoduje zator ruchu elektronów w PS II, co może tworzyć tlen singletowy w tkankach, potencjalnie prowadząc do trwałego uszkodzenia fotopigmentów i powiązanych struktur, jeśli procesy te będą trwać przez dłuższy czas. przedłużony okres.

Warto zauważyć, że istnieje przypadkowa zależność między wygaszaniem fotochemicznym a niższymi poziomami PAR podczas „oświetlonej” części eksperymentu (wydajność fotosyntezy i ETR wzrosły, gdy PAR spadł poniżej 550 μmol∗m ² ∗s). Powód tego jest niejasny. Należy spodziewać się obniżenia fotosyntezy w okresach dużego natężenia światła (np. zobacz Ralph et. al., 2002 dla względnych szybkości transportu elektronów dla sześciu gatunków koralowców).

Wyniki te przedstawiają argumenty za dynamicznym fotoinhibicją w obrębie zooksantelli tego koralowca w niewoli i sugerują, że prześwietlenie jest rzeczywiście możliwe w sztucznych warunkach, nawet jeśli mały polipowaty koralowiec jest fotoaklimatyzowany do wysokiej intensywności światła.

Zadawanych jest wiele pytań. Jak poziomy składników odżywczych i stężenia metali ciężkich wpływają na plony fotosyntezy? Czy równowaga zwiększonej ilości składników odżywczych (jak sugerują Sprung, Delbeek i inni) i zmniejszonego oświetlenia pozwala osiągnąć maksymalne tempo wzrostu koralowców? Jeśli „zapłodnione” zooxantelle konkurują z procesem zwapnienia o węgiel, jak wzrost zasadowości wpłynąłby na tempo fotosyntezy i ostatecznie na wzrost koralowców? 

 

 

Podziękowanie

Mahalo do Sary Peck z University of Hawaii SeaGrant za jej cierpliwość i wsparcie, Charlesa Delbeeka za heads-upy na temat Bongiorni et al. odniesienie do Juliana Sprunga za przemyślane refleksje na temat składników odżywczych w akwariach i ograniczonego oświetlenia.

 

Słowniczek

NS

Minimalna wydajność fluorescencji po adaptacji do ciemności.

NS'

Minimalna wydajność fluorescencyjna oświetlonej próbki.

Fm

Dostosowana do ciemności maksymalna wydajność fluorescencyjna osiągana z nasycającym impulsem światła.

Fm'

Dostosowana do światła maksymalna wydajność fluorescencyjna osiągana z nasycającym impulsem światła.

Ft

Wydajność fluorescencyjna w określonym czasie, na ogół tuż przed przyłożeniem do próbki impulsu nasycenia.

Fv

Zmienna fluorescencja (Fm – Fo lub Fm'-Fo').

Fv:m lub Fv:Fm lub wydajność dostosowana do ciemności

Maksymalna wydajność kwantowa próbki przystosowanej do ciemności i równań (Fm-Fo/Fm).

qP (hartowanie fotochemiczne)

(Fm' – Ft)/ (Fm'-Fo). Fotochemiczne wygaszanie fluorescencji wskazuje na proporcję PAR absorbowanego przez „otwarte” centra reakcji PS II, a zatem wykorzystywanego w fotochemii. Współczynnik ten może wahać się od 0 do 1.

Przewlekła fotoinhibicja

Fotoinhibicja charakteryzuje się rodzajem niefotochemicznego wygaszania, które przywraca się powoli (jeśli w ogóle) w ciemności.

Ciemna adaptacja

Krótki (zwykle 30 minut) czas aklimatyzacji w ciemności. W tym czasie reakcje fotochemiczne zatrzymują się, a wszystkie centra reakcyjne „otwierają się”, aby otrzymać energię świetlną, gdy stanie się ona dostępna.

Dynamiczna fotoinhibicja

To samo co NPQ: Wygaszenie fluorescencji poprzez rozproszenie nadmiaru energii świetlnej w postaci ciepła. Obejmuje ksantofile.

Nasycenie

Maksymalna szybkość fotosyntezy lub zdolność fotosyntezy.

Tylakoid

Błona lipidowa w chloroplastach, która zawiera fotopigmenty zawierające PSI i PSII.

Wydajność (dostosowana do światła)

Wydajność kwantowa fotochemii PS II, mierzona na próbkach przystosowanych do światła. (Fm'-Ft)/Fm' (lub ΔF/Fm').

Wydajność (przystosowana do ciemności)

Wydajność kwantowa fotochemii w PS II, mierzona na zaadaptowanych do ciemności próbkach. (Fm – Fo/Fm).

Zerowe przesunięcie

Ta liczba reprezentuje sygnał tła znaleziony w instrumencie. W skrócie „Zoff”, jest on automatycznie odejmowany od Ft i wszystkich w konsekwencji określonych wartości fluorescencyjnych.

qN (hartowanie niefotochemiczne)

(Fm-Fm')/(Fm-Fo) lub alternatywnie (Fm-Fm')/Fm-Fo'). Współczynnik ten może wahać się od 0 do 1. Jeśli jednak qN przekracza _{0,4, następuje również znaczące wygaszanie Fo i należy zbadać NPQ. Stąd qN = (Fm-Fm')/ (Fm – Fo'). Uwaga: Ten wzór został również użyty dla qN (qN = 1 – (Fm' – Fo')/(Fm – Fo) = 1 – Fv' : Fv) i dostarcza wartości bardzo zbliżone do tych bezpośrednio powyżej. Przydatne tylko wtedy, gdy aktywowana jest fotosynteza, zwykle po} 2 minutach naświetlania.

NPQ

(Niefotochemiczne wygaszanie lub niefotochemiczne wygaszanie ekscytonowe – Kanazawa i Kramer, 2002). NPQ = (Fm-Fm')/Fm'. NPQ może wahać się od 0 do nieskończoności, ale ze względów praktycznych prawdopodobnie nie przekroczy wartości 10. Wybór między NPQ i qN zależy od zastosowania – w przypadku NPQ podkreśla się tę część wygaszania fotochemicznego, która odzwierciedla rozpraszanie ciepła energia wzbudzenia w układzie antenowym. (Dlatego NPQ jest wygodnym wskaźnikiem „nadmiaru energii świetlnej” – Schreiber, 1997). NPQ jest stosunkowo niewrażliwy na tę część wygaszania niefotochemicznego, która jest związana z wartościami qN od 0 do 0,5. Niefotochemiczne wygaszanie energii wzbudzenia, które chroni maszynerię fotosyntetyczną wyższych roślin przed fotouszkodzeniem, jest wywoływane przez zakwaszenie światła tylakoidów w wyniku indukowanego światłem pompowania protonów, co również napędza syntezę ATP. W istocie, nadmiar pochłoniętej energii świetlnej jest rozpraszany jako ciepło w kompleksach gromadzących światło. NPQ
obejmuje dwa procesy aktywowane przez zakwaszenie światła, wzajemną konwersję karotenoidów cyklu ksantofilowego oraz protonowanie reszt na kluczowych składnikach LHC. W przypadku braku modulacji NPQ, gromadzenie się zredukowanych nośników elektronów blokuje przepływ elektronów, zanim światło będzie mogło zostać znacznie zakwaszone. Ta nadmierna redukcja może skutkować powstaniem stabilnej, podwójnie zredukowanej formy Qa w PS II, pozwalając na tworzenie się tripletowych form chlorofilu, które z kolei mogą reagować z O2 tworząc tlen singletowy (1O2), niezwykle toksyczny rodnik tlenowy .

ETR (szybkość transportu elektronów)

Efektywna wydajność kwantowa (Fm' – Ft)/Fm' X PAR. Ralph, Gademann, Larkum i Kuhl (2002) uważają, że Beer i in. (1998) zaniżył współczynniki absorpcji koralowców (mierzone jako 0,023 – 0,036 w porównaniu z 0,86 dla zielonych liści naziemnych). Stąd Ralph i in. zaleca raportowanie „Względnego ETR”, określonego powyższym wzorem, do czasu ustalenia powszechnie akceptowanej metody wyznaczania współczynników absorpcji.

Ksantofile

Natlenione pigmenty karotenoidowe produkowane przez rośliny. Ksantofile są przeciwutleniaczami i mogą pomóc w detoksykacji rodników tlenowych.

Niektóre są również zaangażowane w rozpraszanie energii, które obejmuje zmiany w ich strukturach za pośrednictwem światła.

 

Bibliografia

1. Atkinson, M. i C. Bingman, 1999. Skład kilku syntetycznych mieszanek wody morskiej. Granice akwarium online. Marzec, 7 s.
2. Atkinson, MJ, E. Kolter i P. Newton, 1994. Wpływ prędkości wody na oddychanie, zwapnienie i pobór amonu w zbiorowisku Porites compressa . Pac. Sci., 48(3):296-303.
3. Atkinson, MJ, B. Carlson i GL Crow, 1995. Wzrost koralowców w bogatej w składniki odżywcze wodzie morskiej o niskim pH: studium przypadku koralowców hodowanych w Waikiki Aquarium w Honolulu na Hawajach. Rafy koralowe.
4. Atkinson, MJ i RW Bilger, 1992. Wpływ prędkości wody na pobieranie fosforanów w społecznościach płaskich raf koralowych. Limnol. Oceanogr., 37(2):273-279.
5. Beer, S., M. Ilan, A. Eschel i I. Brickner, 1998. Zastosowanie fluorometrii z modulacją amplitudy impulsu (PAM) do pomiarów fotosyntezy in situ w dwóch faviid koralowców Morza Czerwonego . Biologia morska, 131: 607-612.
6. Bongiorni, L., Shafir, S., Angel, D. i B. Rinkevich, 2003. Przeżycie, wzrost i rozwój gonad dwóch koralowców hermatypicznych poddanych wzbogaceniu składników odżywczych w hodowli ryb in situ. Seria postępów w dziedzinie ekologii morskiej 253:137-144 .
7. Falkowski, P. i Z. Kolber, 1995. Zmienność wydajności fluorescencji chlorofilu w fitoplanktonie w oceanach świata. Aus. J. Plant Physiol., 22: 341-355.
8. Fitt, W. i M. Warner, 1995. Wzory wybielania czterech gatunków koralowców karaibskich. Biuletyn Biologiczny (Woods Hole), 187, 298-307.
9. Gorbunov, M., P. Falkowski i Z. Kolber, 2000. Pomiar parametrów fotosyntezy w organizmach bentosowych in situ za pomocą fluorometru opartego na SCUBA o szybkim powtórzeniu. Limnol. Oceanogr., 45(1), 242-245.
10. Gulko, D., 1998. Ekologia hawajskiej rafy koralowej . Wzajemne wydawnictwa, Honolulu. 245 stron.
11. Hall, D. i K. Rao, 1999. Fotosynteza . Wydawnictwo Uniwersytetu Cambridge, Cambridge. 214 s.
12. Hoegh-Guldberg, O., 1999. Zmiana klimatu, bielenie koralowców i przyszłość światowych raf. Mar. Freshwater Res., 50, 839-866.
13. Jones, R., O. Hoegh-Guldberg, A. Larkum i U. Schreiber, 1998. Wywołane temperaturą wybielanie koralowców rozpoczyna się od upośledzenia mechanizmu wiązania CO2 u zooksantelli. Roślina, komórka i środowisko. 21, 1219-1230.
14. Kanazawa, A. i DM Kramer, 2002. Modulacja in vivo niefotochemicznego wygaszania (NPQ) poprzez regulację syntazy ATP chloroplastów. Proc. PNAS, 99(20): 12789-12794.
15. Kirk, JTO, 2000. Światło i fotosynteza w ekosystemach wodnych . Wydawnictwo Uniwersytetu Cambridge, Cambridge. 509 s.
16. Kolbert, O. Prasil i P. Falkowski, 2000. Pomiary zmiennej fluorescencji chlorofilu przy użyciu technik szybkiej częstotliwości powtórzeń: Metodyka definiowania i protokoły doświadczalne. Biochim. Biofizyka. Akt., 13 (67): 88-106.
17. Ralph, PJ, R. Gademann, AWD Larkum i M. Kuhl, 2002. Niejednorodność przestrzenna w aktywnej fluorescencji chlorofilu i aktywności PSII tkanek koralowców . Biologia morska, 141: 639-646.
18. Schreiber, U., 1997. Fluorescencja chlorofilu i konwersja energii fotosyntetycznej . Heinz Walz GmbH, Effleltrich. 73 s.

Edytowane 22 Sierpień 2021 przez Gość

[Mojzesz 0]

Mógłbyś mniej naukowo opisać swoje spostrzeżenia? Przeczytałem całość i gratuluję wiedzy ale ja nie mam wykształcenia w tym kierunku lub poprostu za głupi jestem a temat bardzo mnie ciekawi.

[Gość]

@Mojzesz, a Ty myślisz że ja przeprowadzałem te doświadczenia (badania)? 🤗🤭😜

Ja jedynie je przetłumaczyłem i całość art. wraz z bibliografią, umieściłem tutaj.

Nawet hobbystycznie, zajmuje się zupełnie odmiennymi koralowcami

[Mojzesz 0]

5 godzin temu, Osmodeusz napisał:

@Mojzesz, a Ty myślisz że ja przeprowadzałem te doświadczenia (badania)? 🤗🤭😜

Ja jedynie je przetłumaczyłem i całość art. wraz z bibliografią, umieściłem tutaj.

Nawet hobbystycznie, zajmuje się zupełnie odmiennymi koralowcami

Nie wiedziałem nie napisałeś nigdzie, że to nie Ty.. 

Wczoraj skręciłem już ledy bo coś acry słabo rosną więc sam się przekonam

[Gość]

3 minuty temu, Mojzesz napisał:

Wczoraj skręciłem już ledy bo coś acry słabo rosną więc sam się przekonam 

Można wiedzieć ile W/l , jaka lampa , wysokość baniaka i rozmieszczenie źródła światła ? Tak pytam , bo mam dość mocną lampę .

[Bart1996 27]

17 minut temu, Ariel napisał:

Można wiedzieć ile W/l , jaka lampa , wysokość baniaka i rozmieszczenie źródła światła ? Tak pytam , bo mam dość mocną lampę .

Kurcze no mnie właśnie wydawało się słabo, wisiała 30cm nad taflą wody, aktualnie jest 20cm wydaje się być ok

Jak powinna wisieć lampa nad zbiornikiem to tez chyba dobre pytanie - każdy ma na innej wysokości 😅

[Mojzesz 0]

39 minut temu, Ariel napisał:

Można wiedzieć ile W/l , jaka lampa , wysokość baniaka i rozmieszczenie źródła światła ? Tak pytam , bo mam dość mocną lampę .

3x145 W LED + 4 x 54W t5 pacyficsun hybryda plus do tego belka ok 50 W LED i dwie żarówki z Ali po 36W każda ale po dwie diody wywaliłem z nich bo się paliły diody od temperatury. Lampa PS była ustawiona na 90%.

Akwarium 150x60x60 czyli 

Wychodzi ok 500W w LED + 216W w T5 na 540L, licząc już że ledy na 90%

Lampa 18cm od lustra wody

Edytowane 1 Wrzesień 2021 przez Mojzesz